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G-10为软凝胶填料，机械强度自然不如硅胶填料那么强，因此在使用过程中，应极力避免流动相或样品中含有有机溶剂，否则柱床极易塌陷。若使用一段时间后出现问题，如峰形和分离度下降，则可以按照说明书，用蒸馏水重新活化柱子，冲洗时间可以久一点，然后用流动相低流速平衡过夜；若无明显改善，则可按照说明书的再生冲洗方法进行冲洗，再生冲洗步骤见下文。

若以上操作均无明显改善，则更有可能的情况下是填料出现严重污染，甚至是填料塌陷，此情况下再进行冲洗的意义不大，建议客户重新采购新的色谱柱。

G-10色谱柱再生冲洗：

1、0.5mol/L NaOH 和 0.5mol/L NaCl，1:1混合(v/v)，冲洗20-30倍柱体积；

2、用蒸馏水冲洗色谱柱直至中性；

3、按照药典方法检测葡聚糖2000对照品系统适用性试验；

SEC

SEC填料为亲水球状蛋白硅胶，常用作高分子聚合物的分子量排阻分离。处理方式类似G-10，有问题了也是重新活化，用纯水冲洗长时间，然后流动相平衡；若无明显改善，就按照说明书上的异常冲洗方式冲洗，冲洗方式见下文。至于分离度方面，如果分离度下降，可以通过调节流速来增大分离度。

SEC色谱柱异常冲洗步骤：

1、低pH的高浓度中性盐（如0.5M硫酸钠溶液，硫酸调pH 3.0）冲洗15倍柱体积，有助于移除碱性蛋白；

2、含有机溶剂（如10%-20%的甲醇、乙腈）的缓冲盐溶液（如50mM磷酸盐缓冲液，pH 7.0）冲洗15倍柱体积，有助于冲洗掉疏水蛋白；

3、加入助溶剂有助于除去固定相上强吸附的物质（如通过氢键作用吸附等）；

4、按照色谱柱测试报告的进样条件进对照品测试柱效；

硅胶柱（SiO2）在正相模式下常见的问题通常都是由于平衡不够，或未充分过渡，或含水造成的。正相色谱中水分含量是影响保留和选择性的重要参数。大部分溶剂都会内含极少部分的溶解水分（如正己烷20℃下水分含量是0.0111% w/w）。正相色谱中常见的分离度、保留时间漂移等问题，可以归因于固定相和流动相中水分的变化，而填料可能还是完好的。

建议使用以下方法：

1、1OO%异丙醇--1OO%甲醇--1OO%异丙醇，注意异丙醇充分过渡（异丙醇粘度大，压力高，注意调整流速在合适的范围内），然后流动相平衡过夜；

2、去除固定相上的水分，用含2.5%二甲氧基丙烷，和2.5%冰醋酸的正己烷冲洗色谱柱30个柱体积；

3、使用半饱和流动相，将无水的非极性流动相分成两半，其中一半加入一定量的水，并混匀搅拌一小时，静置分层后，将水相除去，再将两部分非极性溶剂混合在一起，就配成了“半饱和流动相”（方法2和方法3 二选其一）；

4、按照空进样--空白溶剂--对照品--供试品的顺序进样，看出峰情况；

氨基柱是常见的正相、反相均可使用的色谱柱之一。正相使用的时候氨基柱的处理维护方式同硅胶柱；

反相使用下，尤其是做糖类项目的时候，易出现峰展宽、拖尾、寿命等问题。首先需要明白的是，氨基柱键合的氨丙基团，本身就比常规的C18、C8等反相基团易水解，因此在使用氨基柱时，就要做好使用寿命比常规色谱柱短的心理准备（具体介绍可参考月旭公众号推文：问君几多愁，恰似一支氨基柱超难留!

若出现上述的问题，建议：

1、1OO%乙腈--1OO%甲醇--1OO%异丙醇--1OO%乙腈，各项冲洗40min以上（异丙醇粘度大，压力高，注意调整流速在合适的范围内）；

2、按照方法1冲洗后，流动相平衡过夜，必要时需打底进样；

3、若还是无明显改善，就用纯甲醇，1.0mL/min流速，正冲3小时以上，然后流动相和溶剂、样品全部新配，再用新配的流动相平衡1小时，按照空进样--空白溶剂--对照品--供试品的顺序进样；

4、如果经过上述处理还不满足，那更有可能是使用过程中硅胶基质破碎导致的，此时若继续冲洗费时费溶剂，且改善意义不大，建议直接采购新的色谱柱（具体可参见月旭公众号推文：乳糖检测注意事项

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